Enzyme [von griech. en = in, zymē = Gärungsmittel, Sauerteig; Adj. enzymatisch], Biokatalysatoren i.e.S., veraltete Bezeichnung Fermente, Biopolymere, meist Proteine, die in den Organismen als Katalysatoren (Katalyse) an fast allen chemischen Umsetzungen beteiligt sind, indem sie die für den Ablauf jeder chemischen Reaktion erforderliche Aktivierungsenergie (Höhe der Energiebarriere) herabsetzen und damit schon unter den in lebenden Zellen herrschenden Bedingungen (z.B. Körpertemperatur, wäßrige Lösungen, Normal-Druck) chemische Reaktionen in Gang setzen, die sonst nur unter nichtphysiologischen Bedingungen mit merklichen Geschwindigkeiten ablaufen. Gegenüber der unkatalysierten kann die katalysierte Reaktion um den Faktor 10³ – 10⁶ beschleunigt sein. Ein klassisches Beispiel ist die Umwandlung von Luft-Stickstoff (N₂) zu Ammoniak (NH₃) im Haber-Bosch-Verfahren (Temperatur von 250 ^oC und Druck von ca. 300 bar!) und durch stickstoffixierende Bakterien (frei lebend oder in Symbiose z.B. in Wurzelknöllchen von Sojabohnen; Temperatur von 20 ^oC und 1 bar). Da sich Stoffwechselvorgänge (Stoffwechsel) generell aus zahlreichen Einzelreaktionen zusammensetzen, von denen jede durch ein bestimmtes, für jede Einzelreaktion spezifisches Enzym katalysiert wird, sind Enzyme von fundamentaler Bedeutung für den Ablauf des gesamten Zellstoffwechsels.
Biosynthese, Struktur und Kompartimentierung: Die Synthese der Enzymproteine erfolgt wie bei allen Proteinen ausgehend von den entsprechenden Genen (Ein-Gen-ein-Enzym-Hypothese) über mRNA (messenger-RNA) an den Ribosomen (Translation). Ständig gebildete Enzyme werden als konstitutive Enzyme bezeichnet, die nur unter bestimmten Bedingungen oder bei Bedarf gebildeten Enzyme nennt man adaptive Enzyme. Die Regulation der Neusynthese von Enzymprotein erfolgt hauptsächlich auf der Ebene der Transkription (Enzyminduktion und Enzymrepression; Genregulation), doch sind auch einige gut untersuchte Beispiele (z.B. bei einzelsträngigen RNA-Phagen) für Regulationsmechanismen auf der Ebene der Translation bekannt. – Die überaus größte Zahl der bekannten Enzyme sind Proteine, die sowohl aus 1 (monomere Enzyme) oder mehreren (oligomere bzw. multimere Enzyme) Polypeptidketten bestehen können. Außerdem gibt es sog. Ribozyme, Biokatalysatoren auf der Basis von RNA (Ribonucleinsäuren). Monomere Enzymproteine sind z.B. die Enzyme des Verdauungstrakts (Darm, Verdauung) und die im Blut (Blutproteine) enthaltenen Enzyme, die von den produzierenden Zellen in den extrazellulären Raum ausgeschieden werden (extrazelluläre Enzyme). Multimere Enzyme sind in der Regel zelluläre Enzyme. Sie können entweder aus mehreren gleichen Peptiduntereinheiten, häufig als Dimere (α₂), Tetramere (α₄) oder Oktamere (α₈), oder aus mehreren verschiedenen Peptiduntereinheiten aufgebaut sein. So ist z.B. Aspartat-Transcarbamylase aus 2 verschiedenen Untereinheiten (α, β) aufgebaut, während sich Ribulose-1,5-diphosphat-Carboxylase aus 2 × 8 verschiedenen Untereinheiten (α₈, β₈) zusammensetzt. Viele Enzyme besitzen neben dem Proteinanteil, dem sog. Apoenzym (auch Enzymprotein genannt), nichtproteinogene Gruppen, sog. Coenzyme wie Vitamine und Nucleotide, die an das Apoenzym entweder nur lose, d.h. nicht kovalent (chemische Bimdung), bzw. vorübergehend oder fest, d.h. kovalent, gebunden sind (prosthetische Gruppe). Der Begriff Cofaktoren umfaßt daneben noch als Spurenelemente bekannte Metalle wie Eisen, Kupfer, Magnesium, Mangan oder Zink, die in ionisierter und komplexgebundener Form als Elektronenakzeptoren dienen. Apoenzym und Coenzym ergeben zusammen das allein wirksame Holoenzym. – Als Enzymsysteme werden Gruppen von Enzymen zusammengefaßt, durch die zusammengehörige, mehrstufige Reaktionsfolgen katalysiert werden ( vgl. Abb. ), z.B. die Enzymsysteme der Glykolyse (Farbtafel), des Aufbaus einzelner Aminosäuren (Abb.), des Aufbaus von Nucleotiden, der DNA-Synthese (Desoxyribonucleinsäuren), der DNA-Reparatur. Enzymsysteme können auch, wie im Falle des Fettsäure-Synthetase-Komplexes, durch Zusammenlagerung mehrerer Enzyme zu einem größeren Verband als Multienzymkomplexe vorliegen. In der Regel sind Enzymsysteme in bestimmten Kompartimenten (Kompartimentierung) der Zelle lokalisiert, so z.B. die Enzyme der Glykolyse im Cytoplasma, die Enzyme des Citratzyklus in den Mitochondrien, die Enzyme des Calvin-Zyklus in den Chloroplasten, die Enzyme der DNA-Synthese und -Reparatur im Zellkern. Innerhalb der einzelnen Kompartimente unterscheidet man zwischen löslichen, d.h. im entsprechenden Plasma (Cytoplasma, Kernplasma, Matrix von Mitochondrien, Stroma von Chloroplasten usw.) freibeweglichen Enzymen und Enzymsystemen, und solchen, die in den entsprechenden Membranen verankert sind, wie z.B. die in der Mitochondrienmembran lokalisierten Enzymsysteme der Atmungskette und der Atmungskettenphosphorylierung oder die in der Thylakoidmembran der Chloroplasten verankerten Systeme der Photosynthese und Photophosphorylierung. Die membrangebundenen Enzyme zeigen zwar hohe Spezifität hinsichtlich ihrer Orientierung zur Innen- oder Außenseite der betreffenden Membran. Sie können jedoch – allerdings immer auf derselben Seite der Membrandoppelschicht bleibend – innerhalb der Membranfläche zweidimensional diffundieren und mit anderen membrangebundenen Enzymen interagieren (z.B. Substrate austauschen), so daß sie nicht im strengen Sinn als an bestimmte Stellen der Membran verankerte Moleküle aufzufassen sind (Membran, Membranproteine). – Häufig werden Enzyme, die zwar die gleiche Reaktion katalysieren, jedoch mehr oder weniger große Unterschiede in der Proteinstruktur und/oder den kinetischen Eigenschaften (s.u.) aufweisen, in verschiedenen Individuen derselben Spezies, in verschiedenen Organen eines Individuums oder sogar in den verschiedenen Kompartimenten einer Zelle beobachtet. Multiple Enzyme dieser Art werden Isoenzyme genannt.
Wirkungsmechanismus: Als Katalysatoren erhöhen Enzyme immer dieELeschwindigkeiten von Hin- und Rückreaktionen (Reaktionsgeschwindigkeit, Geschwindigkeitskonstante), die zu einem chemischen Gleichgewicht führen, so daß unter der Wirkung von Enzymen lediglich die Geschwindigkeit der Gleichgewichtseinstellung erhöht wird, jedoch die Lage des Gleichgewichts keine Änderung erfährt. Die unter der Wirkung eines Enzyms umgewandelte chemische Verbindung wird als Substrat bezeichnet. Dieses wird vorübergehend während der Umsetzung am aktiven Zentrum (Abb.) des entsprechenden Enzyms unter Ausbildung der sog. Enzym-Substrat-Komplexe gebunden. Substrat und aktives Zentrum eines Enzyms sind zueinander komplementär (Komplementarität, Schlüssel-Schloß-Prinzip), weshalb jedes Enzym aus der Vielzahl der in der Zelle auftretenden Moleküle das jeweils passende Substrat und nur dieses (bzw. bei der Rückreaktion das Reaktionsprodukt desselben) binden und umsetzen kann. Diese Selektivität bezüglich der umzusetzenden Substrate wird als Substratspezifität bezeichnet; sie geht bis zur Unterscheidung von Stereoisomeren. Durch das Hintereinanderschalten mehrerer Enzym-katalysierter Reaktionen eines Substrats zu einem Produkt entstehen Fließgleichgewichte (dynamisches Gleichgewicht), mit deren Hilfe es biologischen Systemen gelingt, auch thermodynamisch (Thermodynamik; Energiekonservierung, Enthalpie, Entropie) ungünstig liegende Reaktionen nahezu vollständig in der erforderlichen Richtung ablaufen zu lassen. Die Konzentration der Zwischenprodukte in den Reaktionskaskaden ist dabei verschwindend gering. Häufige Reaktionsbedingung ist die Bindung von energiereichen Nucleotiden (energiereiche Verbindungen) wie ATP (Adenosintriphosphat) oder GTP (Guanosin-5'-triphosphat) und deren Hydrolyse während der chemischen Umwandlung des Substrats (thermodynamische Kopplung von ATP-Hydrolyse und Substratumwandlung). An den Verzweigungspunkten von Stoffwechselwegen können einzelne Verbindungen (z.B. C in folgendem Schema) zu verschiedenen Produkten umgewandelt werden:





Die Enzyme E_C,D und E_C,E besitzen zwar überlappende, d.h. zum Teil identische Substratspezifitäten (sie binden bzw. setzen gemeinsam die Verbindung C um, unterscheiden sich aber durch die Bindung der Produkte D bzw. E bei den Rückreaktionen). Sie zeigen jedoch verschiedene Wirkungsspezifität, da Enzym E_C,D nur die Umwandlung C ⇌ D, Enzym E_C,E nur die Umwandlung C ⇌ E katalysiert. Während die Substratspezifität vorwiegend auf der Wechselwirkung Substrat – aktives Zentrum des Enzyms beruht, ist für die Wirkungsspezifität auch die Wechselwirkung Substrat – Coenzym von Bedeutung, zumal häufig auch die Coenzyme, einhergehend mit der Umsetzung der Substratmoleküle, zyklische Reaktionen durchlaufen (z.B. Redoxreaktionen bei den Coenzymen der Atmungskettenenzyme). Deshalb wird der Begriff Cosubstrat häufig als Synonym für den Begriff Coenzym verwendet. Bei Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes ( vgl. Abb. ) geht das Substrat nichtkovalente Wechselwirkungen, Wasserstoffbrücken und eventuell auch kovalente Bindungen mit dem aktiven Zentrum ein. Durch das Enzym wird dabei die Elektronenverteilung im Substrat in der Weise geändert, daß der sog. Übergangszustand (transition state) stabilisiert wird. Er ist der Zustand mit der höchsten Energie auf dem Weg vom Substrat zum Produkt. Je nach Bau des Enzyms werden dabei gewisse chemische Bindungen selektiv beeinflußt. Der Enzym-Produkt-Komplex ist wiederum infolge der spezifischen Eigenschaften des Enzyms sehr unbeständig. Bei der Dissoziation zerfällt er in das Produkt und das Enzym, welches dann für einen neuen Reaktionszyklus bereit ist. Für einige enzymkatalysierte Reaktionen konnten die im aktiven Zentrum ablaufenden Einzelschritte bis hin zu atomaren Details analysiert werden. Als Beispiel ist in der Abb. ( vgl. Abb. ) die Wirkung von Chymotrypsin bei der Spaltung einer Peptidbindung (Peptide) wiedergegeben. Dabei üben die in der Primärstruktur des Chymotrypsins weit entfernt liegenden Aminosäurereste His-57, Asp-102 und Ser-195, die jedoch aufgrund der Tertiärstruktur in räumlicher Nachbarschaft liegen, eine gleichsam konzertierte Aktion aus (Charge-relay-System). Dieses Beispiel veranschaulicht daher auch die besondere Bedeutung der Faltung von Protein-Primärstrukturen zu Sekundärstrukturen und Tertiärstrukturen für die Aktivität von Enzymen, da nur aufgrund dieser Faltungen die das aktive Zentrum bildenden Aminosäurereste in räumliche Nachbarschaft gelangen können.
Klassifizierung: Enzyme können u.a. nach ihrem Vorkommen in der Natur (tierische, pflanzliche, mikrobielle Enzyme), nach ihrer Stoffwechselfunktion (z.B. Verdauungs-, Blutgerinnungsenzyme), nach ihren funktionellen Gruppen (z.B. Serin-, SH-Enzyme) oder nach ihren physikalischen Eigenschaften eingeteilt werden. Nach der von der Internationalen Enzymnomenklatur-Kommission (engl. enzyme commission; EC) erarbeiteten sog. E.C.-Nomenklatur werden die Enzyme aufgrund ihrer Wirkungsspezifitäten in 6 Hauptklassen eingeteilt ( vgl. Tab. ), die aufgrund der beteiligten Coenzyme und der Substratgruppen weiter unterteilt werden in Enzymgruppen, Enzymuntergruppen und Serien. Die Bezeichnung einzelner Enzyme erfolgt durch Kombination von Substrat (eventuell auch Coenzym), Wirkungsspezifität und die für Enzyme generelle Endung -ase. So wird z.B. ein Enzym, das von Alkohol (Ethanol) als Substrat Wasserstoff auf NAD⁺ (Nicotinamidadenindinucleotid) überträgt, d.h. eine Dehydrogenierungsreaktion (Dehydrierung; Wirkungsspezifität) katalysiert, als NAD-abhängige Alkohol-Dehydrogenase bezeichnet.
Enzymkinetik: Neben den strukturellen Eigenschaften (Aminosäuresequenz und Anzahl von Peptidketten, Faltung zu Sekundär- und Tertiärstrukturen, relative Molekülmasse usw.) und den Substrat- bzw. Wirkungsspezifitäten werden vor allem die kinetischen Parameter der enzymgesteuerten Reaktionen und die Hemmung oder Stimulierung durch bestimmte Stoffe zur Charakterisierung einzelner Enzyme herangezogen. Mißt man bei vorgegebener konstanter Enzymmenge die Geschwindigkeit (Menge des umgesetzten Substrats pro Zeiteinheit) der betreffenden Reaktion in Abhängigkeit von der Substratkonzentration, so beobachtet man häufig den in der Abb. ( vgl. Abb. ) wiedergegebenen Kurvenverlauf, aus dem sich die Maximalgeschwindigkeit (v_max) und die Substratkonzentration K_M, bei der die Halbsättigung des Enzyms erreicht ist, ablesen lassen (Geschwindigkeitsgleichung). Die daraus abgeleitete Beziehung wird nach ihren Entdeckern L. Michaelis und M. Menten als Michaelis-Menten-Gleichung bezeichnet, K_Mals Michaelis-Konstante. K_M-Werte ( vgl. Tab. ) sind ein Maß für die Bindestärke zwischen Enzym und Substrat. Niedrige K_M-Werte zeigen hohe Bindestärke an und umgekehrt. Beispielsweise reicht die sehr geringe Konzentration von 4 · 10^–7mol/l tRNA (transfer-RNA) schon aus, um Arginin-tRNA-Synthetase zur Hälfte in den Enzym-Substrat-Komplex überzuführen (hohe Bindestärke), während die Bindung von ATP an dasselbe Enzym die viel höhere Konzentration von 3 · 10^–4 mol/l erfordert (geringe Bindestärke). Wie einige der in der Tab. aufgeführten Beispiele zeigen, werden bei enzymgesteuerten Reaktionen häufig mehrere Moleküle (z.B. Arginin, tRNA und ATP bei Arginin-tRNA-Synthetase) umgesetzt, für die jeweils eigene, jedoch benachbarte Bindestellen bzw. Bindeaffinitäten (ausgedrückt durch die K_M-Werte) im aktiven Zentrum existieren. Bei allosterischen Enzymen zeigt die Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit von der Substratkonzentration [S] einen für sie charakteristischen sigmoiden Verlauf (Allosterie, Abb.). In der Regel bestimmt man Charakteristiken der enzymatischen Reaktion allerdings nicht anhand der einfachen Darstellung v versus [S], sondern in der doppelt reziproken Darstellung des Lineweaver-Burk-Diagramms (1/v versus 1/[S]). Ein weiterer kinetischer Parameter zur Charakterisierung von Enzymen ist die Wechselzahl. Sie gibt die Anzahl von Substratmolekülen an, die von einem Enzymmolekül pro Minute umgesetzt werden kann. Wechselzahlen vieler Enzyme liegen zwischen 10³und 10⁴. Extrem hohe Wechselzahlen zeigen die Carboanhydrase (36 · 10⁶), Katalase (5 · 10⁶) und Acetylcholin-Esterase (2 · 10⁶). – Die Enzymaktivität ist innerhalb gewisser Grenzen abhängig von den äußeren Testbedingungen, wie Temperatur, pH-Wert, Salzkonzentrationen, Konzentration zweiwertiger Kationen (besonders Mg²⁺) und SH-Reagenzien (Aktivatoren). Die optimalen Bedingungen bezüglich dieser Komponenten sowie bezüglich Temperatur und pH-Wert können daher von Enzym zu Enzym erheblich abweichen, was einerseits von praktischer Bedeutung für die standardisierte Messung von Enzymaktivitäten ist, andererseits aber auch häufig die Bedingungen widerspiegelt, unter denen die betreffenden Enzyme in der Zelle aktiv sind. Als international gebräuchliche Einheit der Enzymaktivitat wurde ursprünglich die Enzymeinheit (1 U) definiert, d.h. diejenige Menge Enzym, die unter Standardbedingungen 1 μmol Substrat pro Minute umsetzt. Diese Definition ist heute noch weitgehend üblich, obwohl die Enzymkommission der „International Union of Pure and Applied Chemistry“ (IUPAC) 1972 die Einheit neu definiert hat. Nach dieser heute gültigen Empfehlung ist die Einheit der Enzymaktivität, das Katal (Symbol kat), diejenige Enzymmenge, die 1 Mol Substrat pro Sekunde umsetzen kann. Da diese Einheit jedoch sehr groß ist, werden für gängige Enzymmengen die Einheiten μkat, nkat und pkat verwendet. Für die Umrechnung zwischen den Einheiten gilt: 1 kat = 6 · 10⁷ U bzw. 1 U = 16,67 nkat. Von praktischer Bedeutung sind außerdem: die spezifische Aktivität von Enzymen, definiert als Enzymeinheiten pro mg Protein bzw. seit 1972 als Katal pro kg Protein (kat/kg), die molare Aktivität von Enzymen, die identisch mit der Wechselzahl ist, und die Konzentration von Enzymen als Enzymeinheiten pro ml bzw. seit 1972 als Katal pro Liter. – Die hohen Reaktionsgeschwindigkeiten vieler enzymatisch katalysierter Reaktionen erfordern spezielle Techniken in der experimentellen Enzymkinetik, u.a. für die Zugabe und Mischung der Reaktionspartner sowie die Bestimmung der Konzentration von Zwischen- und Endprodukten, die z.B. spektroskopisch (durch Absorption oder Fluoreszenz) oder mit Hilfe der Lösungsleitfähigkeit erfolgen kann. Es ist außerdem möglich, katalytische Prozesse durch Kühlverfahren zu verlangsamen und dadurch kurzlebige Enzym-Substrat-Komplexe für eine Analyse zu stabilisieren (Kryoenzymologie).
Enzymhemmung und Enzymaktivierung ( vgl. Abb. ): Enzyme sind gegenüber äußeren physikalischen und chemischen Faktoren sehr empfindlich. Temperatur-, pH-Wert- und Redoxpotentialänderungen sowie Fluktuationen in der Konzentration von Substraten, Produkten und anderen Molekülen haben einen großen Einfluß auf das Wirken von Enzymen. Die Hemmung von Enzymaktivitäten durch Hemmstoffe kann irreversibel oder reversibel erfolgen. Die irreversible Hemmung (Enzymvergiftung) erfolgt durch sog. Enzymblocker (Enzymgifte). So werden viele schwermetallhaltige Enzyme, darunter besonders die an der Atmungskette beteiligten Cytochrome, durch Cyanidionen (Cyanide) irreversibel blockiert. Enzyme mit SH-Gruppen im aktiven Zentrum (sog. SH-Enzyme) werden durch Umsetzung der SH-Gruppen mit Iodacetamid oder N-Ethylmaleinimid (NEM) inhibiert, Enzyme mit Serinresten (Serin) im aktiven Zentrum (sog. Serin-Enzyme, z.B. Chymotrypsin) verlieren ihre Aktivität durch Phosphorylierung der Serin-Hydroxylgruppe mit Diisopropyl-Fluorphosphat. Durch Reaktion mit diesen und anderen Hemmstoffen und durch die mit den Inaktivierungen einhergehenden Markierungen von aktiven Zentren konnten andererseits vielfach Rückschlüsse auf die Lokalisation der letzteren und auf den Feinmechanismus enzymatischer Reaktionen gezogen werden. – Im Gegensatz zur hohen Spezifität der genannten Enzymblocker erfolgt die Inaktivierung von Enzymen unter dem Einfluß von Denaturierungs-Bedingungen (Denaturierung; u.a. Temperatur über 50 °C, extreme pH-Werte, Einwirkung von Detergentien) meist unspezifisch, d.h. ohne Selektivität für bestimmte Enzyme oder bestimmte funktionelle Gruppen derselben. Teilweise ausgenommen von der Inaktivierung durch diese Denaturierungsbedingungen sind die auch bei höheren Temperaturen aktiven Enzyme thermophiler Organismen, die auch bei dem stark sauren pH-Wert des Säuger-Magens arbeitenden Verdauungsenzyme und die oft nur mit Hilfe von Detergentien isolierbaren Enzyme aus Membranen. – Die reversible Hemmung von Enzymaktivitäten durch sog. Enzyminhibitoren kann nach verschiedenen Mechanismen erfolgen ( vgl. Abb. ). Nach dem Prinzip der kompetitiven Hemmung geschieht dies durch Moleküle, die aufgrund struktureller Ähnlichkeit zu Substraten im aktiven Zentrum zwar binden und damit den Zugang für die Substratmoleküle versperren, die aber aufgrund ihrer doch andersartigen Struktur nicht umgesetzt werden können. Bei der unkompetitiven Hemmung konkurriert der Inhibitor nicht mit dem Substrat um die Bindung am aktiven Zentrum, da der Inhibitor nur an den Enzym-Substrat-Komplex binden kann. Die nicht kompetitive Hemmung funktioniert nach dem Prinzip der allosterischen Hemmung (Allosterie), wobei durch sog. Effektoren hervorgerufene Konformationsänderungen des Enzyms die katalytische Aktivität modulieren. Als Spezialfall der kompetitiven Hemmung ist die Produkthemmung aufzufassen, da Produkte als Substrate der jeweiligen Rückreaktionen ebenfalls Affinität zum aktiven Zentrum besitzen und daher immer das Substrat der Hinreaktion aus diesem verdrängen können (Endprodukthemmung). Neben der allosterischen Hemmung beobachtet man bei allosterisch regulierten Enzymen häufig auch die reversible Aktivierung durch allosterisch wirkende Effektoren. – Eine andere Variante der Enzymregulation besteht in der posttranslationalen Modifikation eines Enzyms (posttranslationale Proteinmodifikation) durch andere Enzyme (z.B. Abspaltung von Propeptiden, Phosphorylierung von Aminosäureseitenketten). Sie dient oft zur Aktivierung ganzer Enzymkaskaden. Die autokatalytische Aktivierung trifft man bei einigen Proteasen, z.B. im Verdauungssystem, an. So werden die Eiweißverdauungsenzyme Trypsin und Chymotrypsin in der Bauchspeicheldrüse (Pankreas) als inaktive Formen (Zymogene) mit verlängerter Peptidkette synthetisiert. Das sog. Propeptid wird im Darmlumen autokatalytisch abgespalten, wobei die Aktivität der Proteasen drastisch ansteigt. – Die summarische Aktivität der Enzyme eines Reaktionstyps wird durch die Regulation der Genexpression unter Kontrolle äußerer Signale, z.B. von Hormonen oder seltenen Substraten, gesteuert.
Isolierung, technische und medizinische Anwendung: Zur Anreicherung oder Reindarstellung von Enzymen aus Zellmaterial stehen heute eine Reihe von Standardmethoden, darunter besonders Säulen-Chromatographie, differentielle Zentrifugation, fraktionierte Fällung und Ultrafiltration, zur Verfügung, so daß die Eigenschaften der heute bekannten Enzyme vorwiegend an reinen oder angereicherten Enzympräparationen außerhalb der Zelle (in vitro) untersucht werden können. Die Ausarbeitung und Anwendung von Methoden zur Isolierung von Enzymen sowie zur Untersuchung ihrer strukturellen und funktionellen Eigenschaften ist Gegenstand der Enzymologie, einem der Hauptgebiete der Biochemie. Mit Hilfe gentechnologischer Verfahren (Gentechnologie) können inzwischen auch schwer isolierbare oder nur in geringen Mengen vorkommende Enzyme sowie kompliziertere Enzymsysteme zugänglich gemacht werden. Im großtechnischen Maßstab eingesetzte Enzyme ( vgl. Tab. ) werden meist mit Hilfe der Fermentation mit Mikroorganismen und entsprechenden Mutanten gewonnen (Biotechnologie, Tab.). – Die Vorzüge der Enzymkatalyse, wie besonders schonende Bedingungen, hohe Wirkungsspezifität für komplizierte, chemisch oft sehr aufwendige Reaktionen sowie hohe Ausbeute und Reinheit der Produkte, werden in zunehmendem Maße industriell genutzt. Wegen der milden Reaktionsbedingungen und den meist geringen Nebenproduktbildungen wird die Enzymtechnologie zu den allgemein umweltfreundlicheren, „sanften“ Technologien gezählt. Einsatzgebiete sind Pharma-, Lebensmittel-, Getränke-, Textil-, Papier- und Waschmittelindustrie. Bevorzugte Substrate sind Polysaccharide und Proteine. Von großer technischer Bedeutung sind an Oberflächen fester Stoffe (z.B. Ionenaustauscher) immobilisierte Enzyme, da sie eine häufige Wiederverwendung bzw. eine leichte Abtrennung von den Produkten ermöglichen. Bei vielen Enzymen führt die Immobilisierung mittels Quervernetzung (Cross-link) in sog. Enzymkristallen (Proteinkristallisation) zu erhöhter chemisch-mechanischer Stabilität und schnellerem Umsatz. Eine Alternative zu diesen trägerfixierten Enzymen ist der Einsatz von Enzym-Membran-Reaktoren (Membranreaktor) in der Biotechnologie. – In der Medizin ist die Aufklärung der Enzymmuster (Abb.) von Organen von hohem diagnostischem Wert. Die Analyse von Enzymmustern in Serum oder Harn dient u.a. der Diagnose und Therapiekontrolle von verschiedenen Organschädigungen (z.B. bei Herzinfarkt, Hepatitis, Pankreatitis), von Kreislauf- und Krebserkrankungen, der pränatalen Diagnostik von Erbkrankheiten sowie der Feststellung von Verwandtschaftsbeziehungen. Bestimmte Enzyme werden zur Substitutionstherapie bei Störungen der Verdauung, Blutgerinnung und Fibrinolyse sowie zur Behandlung von Verbrennungen, Wunden, Transplantaten, Herz-, Kreislauf- und Krebserkrankungen zugeführt. Von Bedeutung sind Enzym-Immunassays (z.B.ELISA), die eine schnelle Konzentrationsbestimmung z.B. von Hormonen, Immunglobulinen, Antigenen oder Drogen ermöglichen. Sog. Enzymelektroden in Biosensoren (z.B. mit Glucoseoxidase) dienen der Erfassung von Meßgrößen in elektrochemischen Diagnose-/Kontrollvorrichtungen. Als Enzymdefekte oder Enzymopathien (genetische Enzymdefekte) bezeichnet man genetisch bedingte und daher erbliche Stoffwechselanomalien, die durch den Ausfall bestimmter Enzyme – bedingt durch Mutationen der betreffenden Gene – zur Blockierung der entsprechenden Stoffwechselreaktionen führen (z.B. bei Albinismus, Alkaptonurie und Phenylketonurie). – Bedeutende Beiträge zur Erforschung der Enzyme leisteten u.a. ( vgl. Tab. ): S. Altman, W. Arber, P. Berg, G. Bredig, D.J. Cram, E.H. Fischer, J.B. van Helmont, W.N. Lipscomb, D. Nathans, J.H. Northrop, H.O. Smith, J.B. Sumner, W.H. Stein, H.A.T. Theorell, O.H. Warburg, H.T.F. Wieland, R. Willstätter. – Abzyme, Biochemie (Geschichte der), Biophysik, CK/GOT-Quotient, De-Ritis-Quotient, enzymatische Analyse, Enzymdiagnostik, Enzymoblot, Enzymreaktor, organspezifische Enzyme, Proenzyme.

H.K./M.B.

Lit.: Colowick, S.P., Kaplan, N.O. (eds.): Methods in enzymology. New York 1955 ff. Enzyme nomenclature. Amsterdam – New York 1973. Lehninger, A.L., Nelson, D.L., Cox, M.M.: Prinzipien der Biochemie. Heidelberg ²1996. Michal, G. (Hrsg.): Biochemical Pathways. Biochemie-Atlas. Heidelberg, Berlin 1999. Ruttloff, H. (Hrsg.): Industrielle Enzyme. Hamburg 1994. Schellenberger, A. (Hrsg.): Enzymkatalyse. Einführung in die Chemie, Biochemie und Technologie der Enzyme. Jena 1989. Stryer, L.: Biochemie. Heidelberg ⁴1996. Theil, F.: Enzyme in der Organischen Synthese. Heidelberg 1997. Voet, D., Voet, J.G.: Biochemie. Weinheim 1992. Zollner, H.: Handbook of Enzyme Inhibitors. 2 Bde. Weinheim ²1992.

Enzyme

Typen räumlicher Anordnung von Enzymen in der Zelle:
Abb. oben: frei im Plasma (Beispiel Glykolyse); das Produkt der einen Enzymreaktion ist Substrat für die nächste Reaktion. A–E sind diffundierende Zwischenprodukte.
Mitte: Multienzymkomplex (Beispiel Fettsäuresynthese); die Distanz einer Reaktionskette wird vermindert.
Unten: membrangebunden (Beispiel Atmungskette). Für den Forscher sind membrangebundene Enzymsysteme schwer zu untersuchen, da die Enzyme nicht einzeln von der Membran isoliert werden können.

Enzyme

Schema der Enzymkatalyse:
Enzym (E) und Substrat (S) bilden einen Enzym-Substrat-Komplex. An ihm vollzieht sich die Substratumwandlung (Bildung des Produkts P). Anschließend zerfallen die Reaktionspartner wieder. Alle Reaktionspartner und Zwischenprodukte stehen im Gleichgewicht miteinander.

Enzyme

Enzymatische Hydrolyse einer Peptidbindung durch Chymotrypsin über die Zwischenstufen a–h

Enzyme

Geschwindigkeit der Enzymkatalyse in Abhängigkeit von der Substratkonzentration:
Zu Beginn der Reaktion steigt die Reaktionsgeschwindigkeit v proportional mit der Substratkonzentration (v = k·[S]; k = Geschwindigkeitskonstante, [S] = Substratkonzentration) und erreicht schließlich eine Maximalgeschwindigkeit, die unabhängig von steigenden Substratkonzentrationen wird (v = v_max = konst.). In Gegenwart eines reversiblen Inhibitors erstreckt sich die Kurve vom Ursprung aus (entsprechend der Konzentration des Inhibitors) mehr oder weniger stark nach rechts (vgl. die entsprechende Abb. bei einem allosterischen Inhibitor: Allosterie).

Enzyme

Aktivierung einer Enzymvorstufe (schematisch)

Enzyme

Typen der Enzymhemmung