Im Podcast »Die großen Fragen der Wissenschaft« gehen wir den größten Rätseln des Universums auf den Grund. Dieses Interview ist eine gekürzte und angepasste Fassung der Folge »Wie macht man das Unsichtbare sichtbar, Stefan Hell?«.

Herr Hell, Sie haben Dinge sichtbar gemacht, von denen die Forschung dachte, dass man sie niemals wird sehen können. Was hat Sie glauben lassen, dass es doch geht?

Das ist eine gute Frage, denn die Physik von Ernst Abbe war ja schlüssig. Der Mitbegründer der modernen Optik hatte im Jahr 1873 eine absolute Auflösungsgrenze für die Lichtmikroskopie als Gesetz formuliert. Aber ich war fest davon überzeugt, dass in den mehr als 100 Jahren danach so viele neue physikalische Erkenntnisse gewonnen worden waren, dass es irgendeinen Weg geben musste, die Beugungsgrenze zu durchbrechen. Und so war es dann auch.

Was sieht man mit Ihren Mikroskopen, das vorher absolut unsichtbar war?

Seit Ernst Abbe dachte man, mit Licht könne man keine Details unterhalb von 200 Nanometern sichtbar machen. Man verstand es als Naturgesetz, dass man mit dem Lichtmikroskop nicht hinter diese Grenze kommt. Das jedoch wäre überaus spannend, denn die Lichtmikroskopie ist die einzige Methode, mit der man relativ leicht in lebendes Gewebe schauen kann. Und sie ist das einzige Verfahren, mit dem sich sogar Proteine bei der Arbeit beobachten lassen. Daher war es wichtig, diese Grenze zu überwinden.

Und jetzt sieht man die Proteine?

Man sieht sie nicht direkt, aber man kann sie mit einem Fluoreszenzfarbstoff markieren und ein bestimmtes Protein durch diese Markierung hervorheben. Das ist der Trick.

Und was genau ist die abbesche Beugungsgrenze?

Licht breitet sich als Welle aus. Deshalb lässt es sich nicht beliebig scharf auf einen Punkt konzentrieren, sondern nur auf einen Fleck von etwa 200 Nanometern Durchmesser. Dadurch werden immer alle Moleküle beleuchtet, die sich da befinden. Das können Hunderte sein. Und weil die alle gleichzeitig zurückleuchten, verschwimmen sie zu einem einzigen Signal. Dabei hatte man aber übersehen, dass andere physikalische Effekte diesem limitierenden Aspekt der Beugung entgegenwirken können.

Welche Effekte machen das möglich?

Entscheidend für den Durchbruch war: Fluoreszenzmoleküle lassen sich mit Licht nicht nur zum Leuchten anregen, also »anschalten«, sondern auch »ausschalten«, also daran hindern, dass sie leuchten. Dieser entscheidende Gedanke kam mir an einem Samstagmorgen im Jahr 1993 in Turku in Finnland. In einem Lichtfleck leuchten viele Fluoreszenzmoleküle gleichzeitig. Das erzeugt Chaos. Schaltet man jedoch fast alle aus, bleiben nur wenige übrig. Und dann lassen sich diese wenigen klar von den anderen, die ausgeschaltet sind, unterscheiden und damit trennen. Dieses An-Aus-Prinzip hat das gesamte Feld der superauflösenden Fluoreszenzmikroskopie eröffnet. Alle bis heute etablierten Verfahren mit Namen wie STED, PALM, STORM, PAINT und so weiter funktionieren nach diesem An-Aus-Prinzip.

War das an diesem Samstagmorgen 1993 ein echter Aha-Moment? 

Ja. Ich lebte damals in einem Studentenwohnheim in Turku und suchte nach einem quantenoptischen Effekt, der dabei helfen könnte, die Beugungsgrenze zu überwinden. Nicht nur für die Fluoreszenzmikroskopie, sondern ganz generell. Und als ich an diesem Morgen auf die stimulierte Emission stieß, fiel es mir wie Schuppen von den Augen: Was ist, wenn ich einen Teil der Moleküle einfach ausknipse? Für Fluoreszenzmoleküle muss das gehen! Das war ein echter Heureka-Moment. Dass daraus einmal ein ganzes Forschungsfeld entstehen würde, ahnte ich da freilich noch nicht.

»Die Beugungsgrenze durchbricht man, indem man die limitierende Wirkung der Beugung aufhebt – und nicht die Beugung selbst«

Sie haben die Beugungsgrenze mit dem Wellenbild des Lichts erklärt. Es klingt so, als habe Ihnen in Turku das Teilchenbild des Lichts den Weg gewiesen …

Für die Wechselwirkung zwischen Licht und Molekül ist das Teilchenbild in der Tat relevant. Deshalb auch für die stimulierte Emission: Wenn das Licht mit dem Molekül, auf das es trifft, interagiert, um es sozusagen auszuknipsen, versteht man das im Teilchenbild – das heißt mit Photonen – besser. Der eigentliche Punkt war aber: Ich habe die Beugung nicht gebrochen. Sie ist nach wie vor da. Mir wurde jedoch klar, dass man ihren begrenzenden Effekt aushebeln kann. Anders formuliert: Die Beugungsgrenze durchbricht man, indem man die limitierende Wirkung der Beugung aufhebt – und nicht die Beugung selbst. Das ist gar nicht nötig. Vor mir haben sich die Leute damit abgemüht, die Beugung selbst zu durchbrechen, mit der Entwicklung der sogenannten optischen Nahfeldmikroskopie. Das war nur bedingt erfolgreich.

Was genau ist stimulierte Emission?

Wenn man ein Farbstoffmolekül mit Licht anregt, geht es in einen höheren Energiezustand über. Umgekehrt kann man es mit Licht, also mit einem Photon geeigneter Energie, aber auch dazu bringen, in den Grundzustand herunterzufallen, bevor es fluoresziert. Die frei werdende Energie wird in ein zweites Photon umgewandelt, das mit dem stimulierenden Photon identisch ist und geradeaus mit ihm weiterfliegt. Diesen Effekt hat Einstein vorhergesagt; später wurde er zur Grundlage des Lasers. Im Gegensatz zum Laser ist für die STED-Mikroskopie allerdings nicht dieses zweite Photon von Interesse, sondern, dass das Fluoreszenzmolekül jetzt nicht mehr leuchten kann, also »aus« ist. Viele Fachleute haben anfangs bezweifelt, dass dieses kontrollierte Ausmachen funktioniert. Das war einer der Gründe, warum ich es am Anfang schwer hatte, meine Idee durchzusetzen.

Sie haben die STED-Mikroskopie erfunden. Die Abkürzung steht für Stimulated Emission Depletion, auf Deutsch auch stimulierte Emissionslöschung. Wie funktioniert das Verfahren?

Die Probe, etwa eine oder viele Zellen, wird meist mit einem gebündelten Lichtstrahl Zeile für Zeile abgerastert. Dieser Lichtfokus ist wegen der Beugung immer rund 200 Nanometer im Durchmesser. Darin leuchten also sehr viele Moleküle gleichzeitig. Meine Idee war, einen zweiten Strahl einzusetzen, der einen Teil der fluoreszierenden Moleküle kurzzeitig ausschaltet. Dieser zweite Strahl hat aber in der Mitte ein Loch. Er macht also alles wieder dunkel, außer einem kleinen Bereich im Zentrum, der zum Beispiel nur 30 Nanometer im Durchmesser ist. Dort bleiben dann nur wenige Moleküle übrig, die noch leuchten. So kann man diese von denen, die mehr als 30 Nanometer weiter entfernt sind, trennen. Ich nehme die Probe dann Punkt für Punkt auf, rastere sie weiter ab und erhalte so ein mit 30 Nanometern Auflösung erstelltes Bild.

Hatten Sie vor, einmal Wissenschaftsgeschichte zu schreiben?

Offen gesagt, ja. Wenn man aus guten Gründen glaubt, eine fundamentale Grenze überwinden zu können, spürt man, dass das Wissenschaftsgeschichte werden könnte. Aber an den Nobelpreis habe ich nicht gedacht. Ganz am Anfang meines Unterfangens, am Ende der 1980er-Jahre, hielt ich die Mikroskopie sogar für ein randständiges und sehr altmodisches Gebiet der Physik – eine physikalische Methode des 19. Jahrhunderts. Dass ein Durchbruch der Beugungsgrenze für das Feld der Mikroskopie jedoch ein großer Sprung sein würde, war mir immer klar.

»Mit der Erfahrung von heute weiß ich, dass es revolutionäre Ideen zunächst immer schwer haben«

Waren Sie hinterher überrascht, wie gut Ihre Methode tatsächlich funktioniert?

Ja und nein. Bei meinem allerersten Aha-Moment dachte ich zunächst an einen praktisch erreichbaren Verbesserungsfaktor von fünf bis sechs, also eine maximal sechsmal höhere Auflösung. Allein das wäre schon enorm gewesen, weil die 200-Nanometer-Grenze ja als unüberwindbar galt. Mir war aber vom ersten Moment an klar, dass man theoretisch bis hinunter auf molekulare Auflösungen kommen konnte. Deshalb habe ich bereits 1994 in meiner ersten Theoriepublikation geschrieben, dass die Auflösung prinzipiell »unendlich« sein könne: »Resolution could be increased to infinity.« Diesen Mut hatte ich schon. Aber war ich 1994 davon überzeugt, dass man in absehbarer Zeit einzelne Moleküle direkt trennen könnte? Sicher nicht. Doch ohne Job und akademische Anstellung konnte ich nur gewinnen.

Aber der Gewinn ließ etwas auf sich warten …

Na ja, ich hatte die vollkommen naive Vorstellung, wenn man als junger Wissenschaftler eine gute Idee hat, dann würde die Fachwelt einen willkommen heißen und sagen: »Das ist toll! Bitte, mach es!« Doch ich musste überrascht feststellen, dass das nicht so ist. Mit der Erfahrung von heute weiß ich, dass es revolutionäre Ideen zunächst immer schwer haben.

Aber Sie sind drangeblieben. Woher nahmen Sie Ihre Hartnäckigkeit?

Ich war nicht starrköpfig. Aber ich habe für diese Idee gebrannt. Mich faszinierte der Gedanke, dass man eine angeblich feste Grenze hinter sich lassen kann. Und selbst wenn die Methode niemals für die Lebenswissenschaften nutzbar geworden wäre, war sie für mich in jedem Fall ein cooles Prinzip.

Sie zielten also gar nicht auf die Lebenswissenschaften ab?

Damals wusste ich nicht einmal so richtig, welche Bedeutung die Fluoreszenzmikroskopie für Medizin und Biologie hatte oder erlangen könnte. Ich habe das gemacht, weil ich gesehen habe, dass es gehen müsste – und weil es die Art verändert, wie man physikalisch über die Lichtmikroskopie denkt.

»Nach der Doktorarbeit habe ich mich entschieden: Ich mache lieber etwas Interessantes und gehe das Risiko ein, beruflich Schiffbruch zu erleiden«

Was hat Sie überhaupt in die Mikroskopie verschlagen?

Ganz ehrlich, ich hatte im Studium nie direktes Interesse daran – schon gar nicht an Fluoreszenzmikroskopie im Besonderen. Ich kam dazu wie die Jungfrau zum Kind. Für meine Doktorarbeit, die ich in einer Heidelberger Firma machte, sollte ich Laserrastermikroskope testen, die zur Prüfung von Computerchips entwickelt wurden. Das erschien mir aber furchtbar langweilig, dafür hatte ich nicht Quantenmechanik und Relativitätstheorie studiert. Viel lieber wollte ich etwas Grundlegendes machen. Ich befand mich daher in einem Zwiespalt: Da war einerseits die Aussicht auf einen Job in der Industrie. Und andererseits der Frust über das langweilige Thema. Also fragte ich mich, ob sich mit dieser Physik des 19. Jahrhunderts, also der Lichtmikroskopie, nicht doch noch etwas wissenschaftlich Spannendes anstellen ließe. Da kam mir der kühne Gedanke, die Beugungsgrenze zu durchbrechen. Das fand ich reizvoll, weil jeder dachte, dass es nicht ging. Nach der Doktorarbeit habe ich mich entschieden: Ich mache lieber etwas Interessantes und gehe das Risiko ein, beruflich Schiffbruch zu erleiden.

Und Ihr Mut wurde belohnt …

Im Nachhinein betrachtet, hatte ich wahnsinniges Glück, dass ich auf diese Doktorarbeit gesetzt wurde, die ich eigentlich gar nicht machen wollte und mit der ich mich anderthalb Jahre herumgeschlagen habe. Denn sie hat mich unbeabsichtigt zu meinem beruflichen Lebensthema und indirekt zu einer wichtigen Entdeckung geführt.

Sie sind 1978 als 15-jähriger Banater Schwabe aus Rumänien nach Deutschland übergesiedelt. Wie haben Sie das erlebt?

Als Befreiung. Wir waren ja eine deutsche Minderheit im kommunistischen Rumänien und fühlten uns oft fremd. In Deutschland hatte ich zum ersten Mal das Gefühl, dazuzugehören. Ich weiß noch, wie ich am Bahnhof in Ludwigshafen stand und dachte: Wie schön, dass die Plakate in meiner eigenen Sprache sind!

Deutschland war also kein fremdes Land für Sie?

Kulturell definitiv nein. Kurz nach meiner Ankunft schrieb ich am Gymnasium die beste Deutscharbeit der Klasse. Das Überraschende war ja nicht, dass ich Deutsch konnte. Überraschend war eher, dass mein Umfeld das nicht erwartet hatte. Deutschland war von Kindesbeinen an das Land meiner Kultur und meiner Muttersprache, auch wenn ich vorher nie hier gelebt hatte.

»Als Minderheit ist man der Willkür der Regierung ausgesetzt. Das Einzige, was dir dann bleibt, ist das, was du kannst«

Welchen Einfluss hatten diese Erfahrungen auf Ihr Denken?

Einen sehr großen. Meine Familie hatte nach dem Zweiten Weltkrieg erfahren müssen, dass man Besitz und Sicherheit auf einen Schlag verlieren kann. Als Minderheit ist man der Willkür der Regierung ausgesetzt. So haben wir das im von Nicolae Ceaușescu regierten Rumänien empfunden. Das Einzige, was dir dann bleibt, ist das, was du kannst. Und das ist bei uns Kindern gefördert worden: Lerne was, dann kannst du was. Denn wenn du top ausgebildet bist, dann kannst du überall jedem etwas anbieten.

Sie studierten dann Physik, bringen heute mit Ihrer Arbeit Biologie und Medizin voran und haben 2014 den Nobelpreis für Chemie erhalten. Das klingt, als würden Sie sehr interdisziplinär arbeiten …

Ich bin Physiker und sehe mich auch so. Ich bin froh, Physik studiert zu haben, von der Mechanik bis hin zur Kern- und Teilchenphysik. Dass meine Arbeit später andere Disziplinen einbezog, ergab sich aus dem Problem, vor dem ich stand. Das war keine Entscheidung, die ich getroffen habe, weil es angesagt war. Ich habe mir auch nie vorgenommen, interdisziplinär zu arbeiten. Meine Fragestellung hat das automatisch erzwungen. Disziplinen willkürlich zusammenzuwerfen, weil dann irgendetwas entstehen soll, ist oft nicht zielführend.

Wie hat es die Medizin verändert, dass wir Strukturen in lebenden Zellen dank Ihrer Arbeit inzwischen 10- bis 100-mal schärfer sehen können?

Wir haben Methoden geschaffen, mit denen man Dinge sehen kann, die vorher verborgen waren. Daraus sind viele Anwendungen entstanden. Ein Kollege beispielsweise untersucht Mitochondrien – die »Kraftwerke« der Zellen – mit STED-Mikroskopie und leitet daraus Vorhersagen ab, ob bestimmte Therapien erfolgreich sein könnten. Solche Möglichkeiten gab es vorher nicht.

Woran arbeiten Sie selbst aktuell?

In meinem Labor haben wir in den zurückliegenden Jahren nach Wegen gesucht, die Auflösung noch einmal um den Faktor zehn zu steigern, also etwa 100- bis 200-mal schärfere Bilder zu bekommen als mit STED. Das bedeutet Auflösungen von einem Nanometer – so fein wie Fluoreszenzmoleküle selbst. Das ist uns gelungen. Wir nennen dieses Verfahren MINFLUX-Mikroskopie. Das steht für »minimal fluorescence photon fluxes«, also auf Deutsch so viel wie »minimale Fluoreszenz-Photonenflüsse«.

Wie funktioniert das?

Bei MINFLUX verwenden wir einen donutförmigen Laserstrahl mit einem Intensitätsnullpunkt im Zentrum. Die Position dieses Laserstrahls und damit auch die des Intensitätsnullpunkts ist in der Probe räumlich perfekt definiert – subnanometergenau. Ebenso fein kann man seine Position von außen steuern. Dieser donutförmige Laserstrahl regt ein Fluoreszenzmolekül normalerweise zum Leuchten an. Das geht aber genau dann nicht, wenn seine Nullstelle exakt mit der Position des Fluoreszenzmoleküls zusammenfällt. Dann hört das Fluoreszenzmolekül auf zu leuchten – mit der Folge, dass man genauer als mit jedem anderen Verfahren weiß, wo das Molekül ist. In der Praxis muss man Nullstelle und Molekül nicht exakt zum Überlappen bringen. Es genügt, dass man sich mit dem Nullpunkt an das Molekül möglichst nahe herantastet und extrapoliert, wo diese Überlappung wäre. Denn dort befindet sich das Molekül. Da man dafür typischerweise etwa 100-mal weniger Photonen benötigt als bei etablierten Verfahren, können einzelne Moleküle 100-mal schneller oder 10-mal genauer lokalisiert oder verfolgt werden – und das auch in lebenden Zellen.

»Damit könnten wir Molekülen und Proteinen schon bald bei ihrer Arbeit zusehen«

Sie sagten, Sie hätten schon in Ihrer ersten theoretischen Arbeit geschrieben, die Auflösung könne prinzipiell unendlich verbessert werden. Glauben Sie das immer noch?

»Unendlich« war allegorisch gemeint. Die Welt besteht aus Bausteinen, irgendwann kommt man bei den Molekülen an. Doch genau da sind wir jetzt. Wir können Fluoreszenzmoleküle heute sogar dann voneinander unterscheiden, wenn sie sich berühren. Konkret: Schaltet man den Fluoreszenzprozess einzelner Moleküle schrittweise an und aus und lokalisiert man diejenigen, die »an« sind, bekommt man mit dem MINFLUX-Verfahren ein Bild mit molekularer Auflösung. Mittlerweile kann man unterschiedliche Stellen in einem einzigen Protein mit Fluoreszenzmolekülen markieren und den Abstand zwischen ihnen ångströmgenau vermessen. Ein Ångström ist ein zehntel Nanometer. So kann man unterschiedliche räumliche Anordnungen eines Proteins identifizieren – zum Beispiel vor und nach der Bindung an ein anderes Protein. Das könnte für Anwendungen in Biologie und Medizin noch wichtiger werden als die erste Überwindung der Beugungsgrenze damals.

Wohin führt das noch?

Ein konkretes Beispiel aus unserer ganz aktuellen Forschung: Mich hat schon immer gewurmt, dass man ohne dieses An- und Ausschalten keine superauflösenden Bilder bekommt. Ohne An-Aus wäre alles beugungsbegrenzt. Ich wollte daher schon immer einen Weg finden, das zu vermeiden. Zum einen, weil es physikalisch spannend wäre, und zum anderen, weil An-Aus die gleichzeitige Beobachtung zweier oder mehrerer Fluoreszenzmoleküle verhindert. Wenn nur ein Molekül »an« sein kann, sieht man die anderen zu diesem Zeitpunkt nicht. Seit knapp zwei Jahren wissen wir, dass wir mit MINFLUX auch Moleküle optisch trennen können, die immer an sind. Das ist ein echter Durchbruch. Es ist also vorstellbar, ein Protein oder ein anderes Biomolekül mit zwei bis fünf identischen Fluoreszenzmolekülen zu markieren und einen »Film« über ihre räumlichen Positionsänderungen zu erstellen. Damit könnten wir Molekülen und Proteinen schon bald bei ihrer Arbeit zusehen: erfassen, wie sie mechanistisch funktionieren. Das wäre ein echter Gamechanger.

Warum?

Proteine sind die »Maschinen« der Zelle: kleine funktionelle Einheiten, die die Arbeit verrichten – die Zelle aufbauen, die Zelle abbauen und so weiter. Die Proteine machen wirklich alles. Aber wie sie mechanistisch im Detail funktionieren, hat man bislang in den wenigsten Fällen direkt beobachtet, weil es keine guten Methoden dafür gibt. Zwar wissen wir aus der Strukturbiologie, wie ein bestimmtes Protein aufgebaut ist – durch Röntgenkristallografie, Kernspinresonanz oder Kryo-Elektronenmikroskopie etwa. Aber wir sehen damit keine einzelnen Proteine in Action. Und schon gar nicht in lebenden Zellen. Genau das wollen wir erreichen, denn seit Kurzem ist es physikalisch prinzipiell möglich. Und wenn etwas möglich ist, ist es nur eine Frage der Zeit, bis es funktioniert.

Was ist das Ziel dahinter?

Wenn wir verstanden haben, wie ein bestimmtes Protein mechanistisch funktioniert, dann verstehen wir auch, was wir machen müssen, um seine Wirkung zu verhindern, wenn das erforderlich ist. Das ist zum Beispiel der Fall, wenn ein Protein eines Krankheitserregers irgendwelche unliebsamen Prozesse im Körper antreibt. Heute sucht man oft mit großem Aufwand nach Wirkstoffen oder entwickelt sie anhand von bloßen Strukturinformationen. Das ist auch sinnvoll. Doch wenn man die Mechanik eines Proteins direkt beobachten könnte, ließe sich diese Entwicklung viel gezielter steuern. Das ist ein Traum von mir. Und ich habe gute Gründe, zu glauben, dass er Wirklichkeit wird.

Sie sagten, es sei ein großes Privileg, als Grundlagenforscher einen Gedanken als Erster zu haben. Aber es motiviert Sie offensichtlich auch, dass Ihre Arbeit tatsächlich Menschen – Patienten – helfen könnte.

Absolut, wir wollen ja alle, dass wir gesund bleiben oder werden. Und dafür treibt man in der medizinischen Forschung einen riesigen Aufwand. Die Entwicklung neuer Medikamente ist aber langwierig. Vom ersten Wirkstoff bis zu einem verträglichen Medikament vergehen oft 15 Jahre und mehr.

Und Ihre Methoden beschleunigen das?

Das, glaube ich, wird passieren. Es geht um weniger Zeitaufwand und Kosten. Es geht um bessere Medikamente. Je genauer wir die molekularen Abläufe mechanistisch verstehen, desto gezielter können wir in sie eingreifen. Der Antrieb, Leiden abzumildern, ist ein tief menschlicher Zug. Ich würde mich riesig freuen, wenn meine Forschung dazu beitragen könnte, bei einer Krankheit Milderung oder sogar Heilung herbeizuführen.