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Zellbiologie: Ladungsprüfer auf der DNA

Kleinste Schäden können im Riesenmolekülknäuel der DNA leicht übersehen werden. Eine penible Kontrolle erfordert daher entweder vielköpfiges, sorgfältiges Reparaturpersonal - oder ausgeklügelte Überwachungstechnologie.
DNA-Doppelhelix
Fehler schmuggeln sich immer wieder ins Erbgut; sie jedes Mal aufs Neue auszubessern, ist alltägliches Geschäft von hochspezialisierten Enzymen. Tag und Nacht müssen sie auf den Erbgutmolekülen unterwegs sein und die Integrität des DNA-Moleküls überwachen, jederzeit bereit, abnormale Basenpaarungen zu erkennen, auszuschneiden und ordnungsgemäß zu ersetzen. Wie sie das machen, steht detailliert im Genetiklehrbuch. Eher verschwiegen wird, wie die wenigen Enzyme es eigentlich schaffen, die seltenen abnormalen Basenpaare aus der unübersichtlichen Masse makelloser DNA im Wust des Riesenmoleküls herauszupicken.

Ein Team um Jacqueline Barton vom California Institute of Technology in Pasadena verdeutlicht das Ausmaß dieses Problems an Escherichia coli: Schon das bescheidene Bakteriengenom des kleinen Darmbewohners umfasst rund 4,6 Millionen Basenpaare, die ständig von einer Flotte spezialisierter Enzyme abgesucht werden müssen. Etwa von "MutY", einem Reparaturprotein, welches die Doppelhelix-Fehlpaarung zwischen der normalen Base Adenin und der krankhaft veränderten Basenvariante 8-Oxoguanin erkennt und beseitigt.

Nun patrouillieren in einer üblichen E.-coli-Zelle allerdings kaum mehr als rund 30 MutY, und das zudem nicht gerade mit ICE-Tempo: Sie müssen beim Abtasten nach falschen Basen im Vorübergehen das DNA-Rückgrat aus seiner Verpackung schälen und sanft verbiegen, um die Basen auf ihre Passgenauigkeit zu überprüfen. Das alles kostet Zeit – zu viel Zeit eigentlich, um die stets aufs Neue an irgendeiner Stelle des Riesenmoleküls anfallenden Fehler mit nur 30 Enzymeinheiten immer rechtzeitig ausbügeln zu können.

Viele Forscher vermuteten daher schon seit Längerem, dass Reparaturenzyme wie MutY eben nicht die gesamte DNA blind durchmustern, sondern auf mögliche Fehler schon aus der Entfernung aufmerksam werden, um dann einen Einsatzort im Fall eines Falles gezielt ansteuern zu können. Aber wie werden sie alarmiert? Barton und Co glauben nach ihren letzten Experimenten jetzt an ein ausgeklügeltes Alarmdrahtsystem.

Auf die Idee brachte die Forscher zunächst eine längst bemerkte, nie aber wirklich erklärte Besonderheit im Aufbau von Enzymen wie MutY oder seinem Cousin Endo-III, einer Endonuklease, die fälschlich hydroxylierte Pyrimidinbasen der DNA erkennt und austauscht. Beide Proteine tragen Eisen-Schwefel-Cluster, wie sie als Redox-Komponenten in vielen Enzymen häufig sind. Diese [4Fe4S]-Einheiten können Elektronen leicht abgeben oder aufnehmen – also zwischen oxidierten und reduzierten Zuständen wechseln – und dabei ihre Ladung ändern; aus [4Fe4S]2+ wird 3+, wenn der Cluster ein Elektron abgibt.

Eine große Bedeutung hat diesen Clustern bislang kaum ein Forscher zugebilligt: Sie liegen abseits vom aktiven Zentrum, das die Hauptfunktion des Proteins, das Basenerkennen und -ersetzen, leistet. Außerdem befindet sich der Cluster immer in [4Fe4S]3+-Form, sobald das Enzym an die DNA angedockt hat. Unter Bedingungen, wie sie in Zellen normalerweise herrschen, ändert sich die Oxidationsstufe zudem kaum je. Genau diese Eigenschaften passten Barton und Co nun aber in das Bild, das sie sich von der DNA-Patrouille der Enzyme machten.

Sie vermuteten, dass die [4Fe4S]2+-Cluster der Enzyme immer dann ein Elektron abgeben, wenn sie an die DNA binden. Dieses Elektron wandere dann sehr schnell über die DNA-Kette bis zum nächsten, weit voraus an der DNA arbeitenden Schwesterenzym mit [4Fe4S]3+-Cluster und reduziere es – woraufhin sich dieses auf die 2+-Form reduzierte Enzym vom Erbgutstrang löse. Das DNA-Molekül werde dabei also zum Elektrodraht für einen schnellen Ladungsaustausch zwischen weit auseinanderliegenden Proteinen – wobei der Erbgutfaden, so glauben die Forscher, jedes Mal auf Defekte gescannt wird, denn nur DNA-Moleküle mit normal gepaarten Basen leiten Elektronen verlässlich zum nächsten Enzym. Bei einem Leitungsbruch aber blieben die nicht reduzierten Enzyme stets in der Umgebung des isolierten DNA-Kabels aktiv und suchten weiter nach Schäden. Signalisiert ein erfolgreicher Elektronentausch aber Normalität, so diffundieren die hier offensichtlich nicht benötigten Reparaturtrupps vom Erbgut ab.

Einige Experimente der Forscher um Barton scheinen diese Hypothese zu bestätigen: So zeigte das Team etwa, dass eine Mutation im [4Fe4S]-Cluster von Endo-III die Kooperation des Proteins mit MutY in Zellen verhindert, obwohl die eigentliche Funktion erhalten blieb – die Effizienz einer Basenreparatur auf einem künstlichen DNA-Abschnitt sank messbar.

Im Prinzip könnten alle Arten von DNA-Reparaturenzymen der Zelle am selben heißen DNA-Draht hängen und sich gegenseitig über Basenfehler der Elektronenleitung zwischen ihnen informieren, meinen die Forscher. Einzige Voraussetzung für die Kommunikation wäre ein [4Fe4S]-Cluster – oder eine ähnliche Redox-Einheit. Solche Strukturen werden übrigens immer häufiger als Strukturmotive in vielen Proteinen gefunden, die auf irgendeine Art und Weise am Erbgutmolekül herumwerkeln. Barton und Kollegen wären nicht überrascht, wenn dem elektronengestützten Ladungsausgleich über DNA-Drähte nicht noch ein paar weitere, bislang unerkannte biologische Funktionen übertragen wären.

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  • Quellen
Boal, A. K. et al.: Redox signaling between DNA repair proteins for efficient lesion detection. In: Proceedings of the National Academy of Sciences 10.1073.pnas.0908059106, 2009.

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