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Mit Laserwerkzeugen ins Zellinnere

Feinste Scheren und Pinzetten aus Licht ermöglichen gezielte Manipulationen an und in einzelnen Zellen – bis hin zu genetischen Eingriffen.

Laserlicht erscheint uns heute in vielen technischen Anwendungen selbstverständlich, sei es in CD-Spielern oder Druckern, in Meßgeräten oder in industriellen Produktionsverfahren. Auch der vielfältige Einsatz in der Medizin gehört längst zum chirurgischen Alltag – etwa wenn man feinste Gewebe verschweißen oder hauchdünn abtragen möchte (siehe „Entwicklungen in der Laser-Chirurgie“ von Michael W. Berns, Spektrum der Wissenschaft, August 1991, Seite 84).

Laser ist die Kurzbezeichnung für light amplification by stimulated emission of radiation (Lichtverstärkung durch stimulierte Strahlungsemission). Inzwischen eröffnen diese scharf gebündelten, kohärenten, also räumlich und zeitlich gleich schwingenden Lichtstrahlen mit ihrer extrem hohen, präzis steuerbaren Strahlungsleistung auch der Mikro- und Molekularbiologie völlig neue Arbeitsweisen (Bild 1). Das Vorgehen erinnert in manchem an die minimalinvasive Chirurgie: So wie bei endoskopischen Operationen gesunde Gewebe kaum verletzt werden, erlaubt solches Lichtwerkzeug chirurgische Eingriffe an einzelnen lebenden Zellen praktisch ohne Begleitschäden (Spektrum der Wissenschaft, Juli 1992, Seite 22).


Optische Mini-Skalpelle

Schneide- oder Schweißgeräte von mikroskopischen Dimensionen machten den Anfang. Bereits vor rund dreißig Jahren, als wir noch bei der Pasadena Stiftung für Medizinische Forschung in Pasadena (Kalifornien) arbeiteten, haben Donald E. Rounds und ich angeregt, Laserlicht zur Untersuchung des Aufbaus und der Funktionen von Zellen und deren Organellen genannten Funktionseinheiten einzusetzen. Anfänglich konzentrierten wir uns darauf, die dazu notwendigen physikalischen Parameter zu bestimmen – wie Wellenlänge oder Pulsdauer – sowie festzustellen, welche der inneren Zellbestandteile sich mit Laserstrahlen manipulieren lassen, die Strukturen von bis hinab zu einem Viertel Mikrometer (tausendstel Millimeter) Durchmesser verändern können. (Ein menschliches Haar ist etwa 100 Mikrometer dick. Die meisten Zellen des Körpers messen zwischen zwei und 40 Mikrometer.) Die Schärfe der Messer ließ sich seit damals wesentlich steigern.

Inzwischen hat sich herausgestellt, daß Laserscheren, wie wir gern dazu sagen, sich zu Studien am Zellkern eignen: zum Beispiel der Chromosomen – der Trägern des Erbmaterials – oder auch der Mitosespindel, die bei einer Zellteilung (Mitose) die zuvor verdoppelten Chromosomen voneinander trennt, so daß jede neue Zelle eine komplette Ausstattung bekommt. Sie sind auch hilfreich bei der Erforschung von verschiedenen Komponenten im Cytoplasma, das die übrige Zelle ausfüllt und unter anderem die Organellen enthält. Da wären insbesondere die verhältnismäßig großen Mitochondrien zu nennen (gewissermaßen die Kraftwerke der Zelle) sowie bestimmte Strukturen für Bau und Funktion vom Zellgerüst oder für bestimmte Transportvorgänge im Zellinneren, so Mikrofilamente, Mikrotubuli oder Centrosomen.

Zwar ist nicht immer völlig klar, wie das Laserlicht die beobachteten spezifischen Veränderungen eigentlich herbeiführt, doch lassen sich einige Eingriffe reproduzierbar und schadlos für Zielstruktur und Umgebung durchführen. Beispielsweise vermag man damit Bereiche von Chromosomen zu modifizieren, wie es sich im Licht- beziehungsweise Elektronenmikroskop erkennen läßt. So konnten wir bereits in den ersten Jahren in sich teilenden Zellen einen mikroskopisch sichtbaren Abschnitt stillegen, der auf manchen der Chromosomen für die Bildung des Nucleolus verantwortlich ist: des Kernkörperchens, das Hilfsmaterial für die Proteinsynthese beisteuert. Die manipulierten Zellen haben diese Abwandlung weitervererbt.

Im Phasenkontrastmikroskop erscheint die beschossene Stelle in der lebenden Zelle hell (Bild 2 rechts). Das gewöhnliche Elektronenmikroskop mit seiner bis zu 100000fachen Vergrößerung enthüllt einen sauber begrenzten modifizierten Bereich; das Chromosomenmaterial zu beiden Seiten und die übrige Umgebung scheinen tatsächlich nicht angegriffen. Die Aufhellung ist eine Folge des veränderten Brechungsindex, nicht etwa eines vollständigen Materialabtrags. Der Eingriff hat also die chemischen und physikalischen Eigenschaften des Chromosomenabschnitts verändert, ihn dabei aber nicht komplett verödet.

Mit ähnlichen Tricks läßt sich die Zellmembran experimentell untersuchen, beispielsweise indem man ihre Fluidität leicht stört. Man kann sogar ein winziges Loch hineinbohren – treffend als Optoporation bezeichnet – und dadurch Moleküle einschleusen. Da die künstlich erzeugte Pore im Bruchteil einer Sekunde wieder verschwindet, nimmt die Membran keinen dauerhaften Schaden.

Optoporation dürfte sich besonders für genetische Eingriffe bei Pflanzen eignen, weil deren Zellen außer der weichen, dünnen Außenmembran, wie Tierzellen sie haben, relativ dicke, harte und entsprechend schwer durchdringbare Wände aufweisen. An der Universität von Kalifornien in Irvine haben mein Kollege Hong Liang und ich damit Gene in einzelne Reiszellen eingeführt. Daraus konnten wir später komplette Pflanzen ziehen, die in jeder einzelnen Zelle die neuen Erbanlagen trugen und diese auch nutzten. Somit lassen sich Gene mit Hilfe von Laserlicht sowohl einbringen als auch ausschalten.

Neuerdings wird Laserlicht klinisch eingesetzt, um im Reagenzglas befruchteten menschlichen Eizellen die Einnistung im Uterus zu erleichtern. Mit Hilfe der Strahlen trägt man kleine Bereiche der schützenden Hülle, der Zona pellucida – Glashaut –, zum Teil oder ganz ab (Bild 2 links). Das läßt sich zwar auch mit konventionelleren Verfahren bewerkstelligen, doch erfordert die Lasermethode keine für den Embryo unter Umständen schädlichen Chemikalien.

Die bisher ausführlichste Studie dazu stammt von der Arbeitsgruppe von Severino Antinori am Vereinigten Forschungsinstitut für menschliche Fortpflanzung in Rom. Von den gut 200 Frauen, denen man so behandelte Eizellen übertragen hat, wurden 50 Prozent mehr schwanger als in der Vergleichsgruppe. Inzwischen wird das Verfahren weltweit erprobt, in den USA in einem ersten zentrenübergreifenden Großtest. In Australien gibt es mittlerweile solche Studien, und in Israel ist die Zulassung beantragt.

Wir selbst benutzen in Zusammenarbeit mit der Arbeitsgruppe von Nancy L. Allbritton Laserscheren in noch anderer Weise: zum Aufbrechen einzelner Zellen, so daß wir die chemische Zusammensetzung des Inhalts zu jedem beliebigen Zeitpunkt prüfen können. Dabei benutzen wir den manchmal auftretenden, sonst eher unerwünschten Effekt, daß im Fokus des Strahls, den man im Lichtmikroskop bündelt, eine winzige ionisierte Gaswolke entsteht. Wenn dieses Mikroplasma sich ausdehnt und wieder zusammenzieht, entstehen mechanische Spannungen, die die Zelle aufreißen können. (Ein ähnliches Phänomen dient zum Zertrümmern von Nierensteinen beziehungsweise der Augenlinse bei manchen Arten des Grauen Stars; allerdings verlangt dies eine entsprechend stärkere laserinduzierte Stoßwelle.)

Der Zellinhalt wird dann zur weiteren Analyse in eine feine Glaskapillare gesaugt, die man direkt an die Bruchstelle hält. Jede solche Probe liefert sozusagen eine Momentaufnahme biochemischer Vorgänge. Das Verfahren eignet sich deswegen für vielfältige molekularbiologische Feinstanalysen, zum Beispiel auch dazu, um einmal in einzelnen Krebszellen die Art und Konzentration von Proteinen genau zu bestimmen.


Scharfe und selektive Scheren

Generell ist in der Praxis zweierlei besonders wichtig: erstens die Präzision der Laserschere – man muß den Strahl exakt auf die gewünschte Stelle positionieren; zweitens die Selektivität – er soll wirklich nur die Zielstruktur in bestimmter Weise verändern, nichts anderes.

Präzision läßt sich dank des hohen Standards der optischen Bauteile heutiger Lichtmikroskope relativ einfach erreichen. Deren Linsen sind so präzise gearbeitet und chromatisch korrigiert, daß Licht aller Wellenlängen des sichtbaren Spektralbereichs nahezu auf einen Punkt zu fokussieren ist. Deswegen treffen auch verschiedenartige Laserstrahlen, die man bei solchen Manipulationen an Zellen gleichzeitig einsetzt, zuverlässig dieselbe Stelle, egal welche Wellenlänge sie haben.

Bei einem guten Gerät erzielt man mit 100facher Vergrößerung in Ölimmersion einen Brennfleck, der etwas kleiner ist als die Wellenlänge des Laserstrahls. Das Licht eines Neodym-YAG-Lasers (YAG steht für Yttrium-Aluminium-Granat) mit einer Wellenlänge von 532 Nanometern (millionstel Millimetern) kann einen Brennfleck von 499 Nanometer (also knapp einem halben Mikrometer) Durchmesser erzeugen.

Doch die damit mögliche Präzision ist noch deutlich höher, wie eingangs angedeutet. Die Energie des Strahls im Fokus verteilt sich nämlich entsprechend einer Gauß’schen Glockenkurve, ist also im Zentrum größer als am Rand. Wenn sie nur genau dort für die gewünschte Wirkung ausreicht, ist das Messer viel schärfer als sein Brennfleck.

Auch Selektivität, also kontrollierte Manipulation, ist zu erreichen, wie die schon entwickelten Anwendungen zeigen. Allerdings ist sie bei vielen neuen Einsatzweisen außerhalb von Erfahrungswerten nicht zu garantieren, denn die Wechselwirkungen zwischen dem Laserlicht und der biologischen Substanz versteht man erst teilweise. Dergleichen ist jedoch in der Naturwissenschaft nichts Ungewöhnliches: Man denke nur an Aspirin, das 100 Jahre lang als Schmerzmittel verwendet wurde, bevor sich die molekulare Wirkweise aufklären ließ (Spektrum der Wissenschaft, März 1991, Seite 118). Ein Verständnis der Vorgänge wäre aber sehr hilfreich, um Anwendungen zu verbessern, und die Forschung läuft auf Hochtouren.

Problematisch ist schon, laserbedingte zelluläre Veränderungen, die sich auf Größenordnungen von weniger als einem tausendstel Millimeter beschränken, überhaupt zu messen und ihren Verlauf zu verfolgen. Gleiches gilt für die exakte Kontrolle der Strahlenergie in diesen Dimensionen.

Aus Studien an größeren Objekten, also etwa Geweben, weiß man, daß bei der Interaktion von Laserlicht mit organischem Material diverse physikalische und chemische Prozesse durch die Absorption von einzelnen oder die fast gleichzeitige Aufnahme mehrerer Photonen ausgelöst werden können. Im ersten Falle wird das Zielobjekt manchmal einfach nur erwärmt; doch kann auch eine chemische Reaktion die Folge sein, bei der freie Radikale oder andere schädliche Produkte entstehen. Ist die Energie des Photons sehr hoch, wie etwa bei ultravioletter Strahlung, können sogar Molekülbindungen aufbrechen. Mehrere niederenergetische nahezu simultan absorbierte Photonen können genauso wirken wie ein einzelnes hochenergetisches Photon und dabei auch chemische Reaktionen antreiben. Bei zellulären Zielen im Submikrometerbereich sind all diese Prozesse einzeln oder in beliebiger Kombination möglich.

Die in der Zelle erzeugte Wirkung hängt nicht nur von ihren Absorptionseigenschaften ab, sondern auch von der Bestrahlungsstärke, also der Energie, die der Laserstrahl pro Sekunde auf die getroffene Fläche überträgt (gemessen in Watt pro Quadratzentimeter; Bild 3). Mit gepulsten Lasern, die das Objekt mit Blitzen von Mikro- bis hinunter zu Femtosekunden (10–15; also Milliardstel Sekunden) Dauer beleuchten, erreicht man enorme Bestrahlungsstärken. Die Wirkung von Bestrahlung relativ langer Dauer – von hundertstel Sekunden bis Minuten – auf makroskopisches Gewebe kennt man gut. So kann es aufgeheizt werden, wobei eventuell Moleküle denaturieren, koagulieren oder verdampfen; chemische Reaktionen sind möglich, bei denen schädliche Photoprodukte wie freie Radikale entstehen können. Weniger sicher ist, was hohe Bestrahlungsstärken an winzigsten biologischen Strukturen anrichten; das Volumen einer Organelle von einem Mikrometer Durchmesser beträgt nicht einmal einen Femtoliter.

Besonders wichtig ist deshalb die Kenntnis der Bestrahlungsstärken, bei deren Überschreiten sich die Wirkung ändert. Bei welchen Werten treten beispielsweise anstelle von Erwärmung mikroplasmainduzierte Stoßwellen auf? Zwar sind sowohl diese Grenzbereiche wie auch die Strahlungswirkungen selbst noch ungenügend definiert. Doch sicherlich werden beide von der Pulsdauer und den Absorptionseigenschaften des Gewebes und des umgebenden Materials beeinflußt.

Die Forschung ist in diesem Bereich derzeit sehr aktiv; wir konzentrieren uns dabei auf Strukturen kleiner als ein Mikrometer. In den nächsten Jahren sind wesentliche Erkenntnisse zu den Wechselwirkungen zwischen Laserlicht und Biomaterie zu erwarten. Das wiederum dürfte noch feinere Manipulationen ermöglichen.

Doch auch jetzt schon vermag man hochpräzise zu arbeiten. Im Prinzip läßt sich jede Zellstruktur zerstören oder inaktivieren, die im Lichtmikroskop noch sichtbar ist. Schon bald dürfte sogar diese Einschränkung überwunden werden. Mit Hilfe von lichtabsorbierenden Molekülen etwa, die eine bestimmte Sequenz in einem Gen aufspüren und sich dort anlagern, könnte man eine Erbinformation gezielt manipulieren – selbst dann, wenn sich der Abschnitt sonst nicht sichtbar machen ließe oder wenn man nicht einmal wüßte, wo auf dem Chromosom er sich befindet. Ein Laserlichtvollbad würde genügen. Die passende Wellenlänge regte das gebundene Molekül an, das dann seinerseits auf das betreffende Gen einwirkte; so ließen sich Gene im Prinzip direkt stillegen – oder etwa indirekt aktivieren, indem man einfach ein Supressor-Gen ausschaltet.


Optische Pinzetten

Ein Laie vermag sich kaum vorzustellen, daß man mit Licht Objekte einfangen und bewegen kann. Daß es zum Erwärmen, Schneidbrennen, Vermessen oder Eichen taugt, leuchtet unmittelbarer ein. Ihm aber Krafteinwirkung zuzuschreiben klingt zunächst nach Sciencefiction. Und doch hat Licht einen Impuls, den es auf Materie übertragen kann. Die daraus entstehenden Kräfte sind freilich so winzig, daß wir sie nicht wahrnehmen – wer spürt schon den Druck des Sonnenlichts auf die Haut. Anders ist das bei Prozessen in der Zelle, denn die betroffenen Strukturen haben eine wesentlich geringere Masse und sind somit für diese Kräfte empfindlich.

Mitte der achtziger Jahre entdeckte Arthur Ashkin von den Bell-Laboratorien in Murray-Hill (New Jersey), daß ein kontinuierlich strahlender Laser von weniger als einem Watt Leistung sich als optische Falle für Bakterien oder Einzeller eignet. Mit dem blaugrünen Strahl des Argon-Ionen-Lasers und später mit dem infraroten des Neodym-YAG-Lasers (für den Zellen transparenter sind), gelang es ihm und seinen Mitarbeitern, Zellen und Organellen zu greifen und dann umherzubewegen.

Später entdeckten Steven Chu, einer der Physik-Nobelpreisträger des Jahres 1997, und seine Kollegen an der Stanford-Universität (Kalifornien), daß sich auch Moleküle mit Laserpinzetten festhalten lassen (Spektrum der Wissenschaft, April 1992, Seite 68, und Dezember 1997, Seite 14). So hefteten sie durchsichtige Polystyrolkügelchen an die Enden nackter DNA-Stränge und zogen die helikal gewundenen Moleküle in die Länge. Steven M. Block von der Universität Princeton (New Jersey) und Michael P. Sheetz von der Duke-Universität in Durham (North Carolina) benutzen solch ein Verfahren, um Kinesin zu untersuchen, ein Motorprotein, das in Zellen Partikel und Organellen transportiert und die peitschenartigen Bewegungen von Geißeln antreibt, so auch vom Schwanz des Spermiums (Spektrum der Wissenschaft, Juni 1994, Seite 34).

Ist ein Objekt für Laserlicht einer bestimmten Wellenlänge weitgehend transparent, absorbiert es zwar kaum Energie, lenkt die einfallenden Strahlen aber aufgrund seiner von Luft verschiedenen optischen Dichte aus der ursprünglichen Richtung. Diese Brechung überträgt auf das Objekt einen Impuls, der es – wenn das Arrangement stimmt – zum einfallenden Laserstrahl hinzieht und festhält (Bild 4 ). Indem man nun den Strahl bewegt, nimmt man das Objekt mit.

Zwangsläufig müssen optische Pinzetten andere physikalische Qualitäten haben als optische Scheren. Beim Schneiden arbeitet man mit kurzen Pulsen hoher Intensität, beim Greifen hingegen mit kontinuierlichen, dabei wenig intensiven Strahlen. Auch muß das Objekt für die Laserpinzette transparent sein, sonst würde es Energie aufnehmen, die es zu stark erhitzen oder photochemische Reaktionen auslösen könnte.

Verwendet man einen einzigen Laserstrahl, läßt sich eine Zelle oder Organelle zwar fangen, doch kann sie sich noch bewegen. Um sie zu fixieren, benötigt man einen zweiten Strahl. Gewöhnlich benutzt man für Laserpinzetten Wellenlängen zwischen 0,7 und 1,06 Mikrometer, 25 bis 500 Milliwatt Leistung und einen Brennfleck von 0,5 bis 1 Mikrometer Durchmesser. Ein solcher Lichtstrahl erzeugt Kräfte im Pikonewtonbereich (milliardstel Newton), mehr als genug, um Zellen einzufangen und Organellen innerhalb und außerhalb von Zellen umherzubewegen.


Wie man Zellen ans Ziel bringt

Diese Werkzeuge ermöglichen Zell- und Molekularbiologen neuartige Experimente. So haben meine Universitätskollegen Michael Cahalan, Bruce J. Tromberg, Xunbin Wei, Tatiana Krasieva und Paul Negulescu vor kurzem damit die Beziehung zwischen Form und Funktion von T-Zellen untersucht. Diese Immunzellen, die beispielsweise helfen, infizierte Zellen zu vernichten, spezialisieren und vermehren sich unter bestimmten Bedingungen. Angeregt werden sie dazu, wenn B-Zellen ihnen Bruchstücke von Fremdmolekülen, sogenannten Antigenen, präsentieren. Dann antworten sie mit einer Kaskade von Reaktionen, zu der auch ein Anstieg der Calcium-Ionen-Konzentration im Zellinnern gehört, der für ihre Aktivierung entscheidend ist.

Nun haben T-Zellen sozusagen ein Vorder- und ein Hinterende, erkennbar an ihrer Form und einer damit korrespondierenden Bewegungsrichtung. (Im Bild 5 bewegt sich die farblich markierte T-Zelle nach rechts unten.) Meine Kollegen haben einzelne B-Zellen mit Titan-Saphir-Laserpinzetten gepackt und an verschiedene Stellen der Oberfläche einer T-Zelle bugsiert. Schoben sie sie an das Hinterende, ließ sich keine Reaktion erkennen (Bild 5 oben); vielmehr löste sich die B-Zelle innerhalb von zwei Minuten wieder von der anderen. Um so deutlicher war die Verwandlung derselben T-Zelle, wenn die B-Zelle an ihr Vorderende gebracht wurde: Unmittelbar nach dem Kontakt wechselte sie im Experiment die Farbe (Bild 5 unten), ein Zeichen für den Calcium-Anstieg und somit dafür, daß die Reaktionskaskade eingesetzt hatte. Dieses Ergebnis paßt gut zu der Beobachtung, daß sich T-Zellen und andere weiße Blutkörperchen in bestimmter Richtung bewegen – teilweise auf Signale hin, die sie mit Rezeptor-Molekülen an ihrer Vorderseite empfangen haben.

Mit Laserpinzetten lassen sich selbst extrem quirlige Zellen einfangen, sogar einzelne Spermien, wie als erste meine Mitarbeiter Yona Tadir, Gregory J. Sonek und William H. Wright zeigten. Auf diese Weise vermochten wir die Kraft schwimmender menschlicher Spermien zu prüfen. Dazu haben wir einfach die

Stärke der optischen Zange allmählich verringert – bis das Spermium entwischte. Diese so bezeichnete relative Fluchtkraft hilft, die Beziehung zwischen Kraft, Geschwindigkeit und Schwimmmuster zu untersuchen. Verblüffenderweise üben Spermien, die im Zickzack steuern, mehr Kraft aus als solche, die eine gerade Linie einhalten. Womöglich ist das ein Grund, weshalb Männer mit einem größeren Anteil der ersten Sorte zeugungsfähiger zu sein scheinen.

Mit diesem Verfahren fanden wir auch, daß Spermien nur ein Drittel der normalen Schwimmkraft haben, wenn man sie dem Nebenhoden entnimmt (ein Eingriff bei Männern, die nicht zur Ejakulation fähig sind). Dort werden die Zellen nicht nur zwischengespeichert, sondern reifen auch aus und gewinnen dabei, wie unsere Versuche bestätigen, erst ihre volle Bewegungsfähigkeit. So wird verständlich, daß bei vorzeitiger Entnahme die Chancen einer künstlichen Befruchtung steigen, wenn die Spermien in das Ei gespritzt werden, anstatt sie im Reagenzglas nur beizugeben. Durch Bestimmen der relativen Fluchtkraft könnte man Patienten diagnostizieren, deren Unfruchtbarkeit auf eine zu geringe Schwimmstärke ihrer Keimzellen zurückzuführen ist, aber auch die Wirkung von Therapiemaßnahmen testen. Lichtpinzetten für solche Zwecke muß man äußerst sensibel handhaben, damit sie nicht ihrerseits die Bewegungsfähigkeit der Zellen beeinträchtigen. Allerdings sind gewisse Hitze- oder photochemischen Effekte unvermeidlich. Gerade die Wärmeentwicklung läßt sich bei dem für Pinzetten verwendeten Dauerstrahl schlechter beherrschen als bei Scheren.

Tromberg, Sonek und Yagang Liu konnten Temperaturerhöhungen in kontinuierlich mit entsprechenden Intensitäten bestrahlten Zellregionen messen. Dazu haben sie, quasi als Thermometer, ein wärmesensitives Molekül, Laurdan, an Liposomen – künstlichen Membranbläschen – und an kultivierten Eizellen des chinesischen Zwerghamsters angelagert und Intensität sowie Wellenlängen der Fluoreszenz gemessen. Sie verzeichneten eine um 1,15 bis 1,45 Grad Celsius steigende Temperatur pro 100 Milliwatt Laserleistung im Brennfleck. Optische Pinzetten können zehnmal so stark sein. Bei ungenügender Wärmeableitung muß man folglich mit Schäden rechnen – von vermehrten biochemischen Reaktionen über eine Inaktivierung vieler Proteine, also auch von Enzymen, bis hin zum Tod der Zelle.


Kombinierte Anwendungen

Besonders spannend wird es, wenn man Lichtskalpelle und -zangen kombiniert einsetzt, gleichzeitig oder nacheinander. Zum ersten Mal ist dies Rosemarie Wiegand-Steubing von der Universität Heidelberg gelungen, die als Postdoktorandin bei mir gearbeitet hat. Mit einer Infrarot-Neodym-YAG-Laserpinzette hat sie zwei menschliche Myelomzellen (entartete Zellen aus dem Knochenmark) dicht zueinander geschoben und die aneinanderstoßenden Außenmembranen mit einem gepulsten Ultraviolett-Stickstofflaser zerschnitten. Jetzt verschmolzen die beiden Zellen zu einem großen hybriden Gebilde, das auch beide Genome enthielt. Fusioniert man auf diese Weise verschiedenartige Zellen, lassen sich unterschiedliche Eigenschaften koppeln – etwa die zur Produktion eines wichtigen Stoffes mit der Fähigkeit zu unbegrenzter Vermehrung.

Ein weiteres Anwendungsfeld wäre eine lasergestützte künstliche Befruchtung. Dazu forscht eine Arbeitsgruppe unter der Leitung von Karin Schütze vom Städtischen Krankenhaus in München-Hallaching. Als Zange für einzelne Rinderspermien dient ein Infrarotlaser, der die Zellen durch eine Öffnung bugsiert, die zuvor mit einer Laserschere in die äußere Eihülle gebohrt wurde. Teilweise gelang damit die Befruchtung – wie auch in einem gleichartigen Versuch mit Keimzellen von Mäusen.

Sollten sich solche Verfahren bewähren, also als sicher und effektiv erweisen, könnten sie auch in der Humanmedizin ihren Platz finden – vorausgesetzt die rechtlichen und ethischen Fragen sind geklärt. In der Tierzucht ist das kaum in Frage gestellt. In der menschlichen Reproduktionsforschung besteht zumindest jetzt schon Interesse an diesen Techniken. Auch bieten bereits zwei Firmen entsprechende Mehrzweck-Lasersysteme an, die auch klinisch einsetzbar wären. Manipulationen an Spermien und Eizellen dürften sich mit dem feinen Lichtwerkzeug schneller und effizienter durchführen lassen als mit konventionellen Verfahren.

Die Kombination von Scheren mit Pinzetten eröffnet aber noch weitergehende Möglichkeiten. In Zusammenarbeit mit Edward D. Salmon von der Universität von North Carolina in Chapel Hill und Conly L. Rieder vom Wadsworth Center für Laboratorien und Forschung in Albany (US-Bundesstaat New York) haben wir begonnen, Chromosomen während der Zellteilung (der Mitose) zu zerschneiden und die Fragmente dann in der Zelle zu bewegen. Wir wollen die Kräfte der Mitosespindel untersuchen, jenes Apparates aus feinen Fäden (Mikrotubuli), der die verdoppelten Chromosomen auseinander und zu seinen beiden Polen hinzieht, so daß dazwischen eine Zellmembran eingezogen werden kann.

Wir hatten nicht erwartet, daß sich Chromosomenfragmente, die sich außerhalb der Teilungsspindel befinden, überall hin frei bewegen lassen – nur nicht ins Innere dieser Struktur. Das bestärkt das Bild von der Mitosespindel als einem Käfig, der fremdes Material – wie in dem Fall die Chromosomenbrocken – nicht zu dem zelleigenen Erbmaterial hineinläßt. Von der Evolution her macht der Schutzmechanismus Sinn, denn schließlich muß im Augenblick einer Teilung die genetische Substanz der Zelle möglichst unbeschadet von irgendwelchen Fremdkörpern weitergegeben werden.

Die Gruppe um Rieder baut diese Versuche derzeit weiter aus. So hat sie gezeigt, daß sich abgetrennte Chromosomenstücke, die schon im Innern der Spindel sind, fixieren lassen: Mit Lichtpinzetten kann man verhindern, daß sie sich zu einem der Pole bewegen. Damit steht endlich ein schonendes Verfahren zur Verfügung, um bei einzelnen Zellen die Kräfte in einer Mitosespindel zu untersuchen. Weil diese bei der Zellteilung eine zentrale Rolle spielt, kann der neue Ansatz zu einem tieferen Verständnis von Krankheiten und Defekten verhelfen, die auf unangemessene oder fehlerhafte Teilungen zurückgehen – man denke nur an die wuchernde Vermehrung bei Krebs oder genetische Schäden wie das Down-Syndrom.

Im Rahmen eines Projekts der amerikanischen Nationalen Gesundheitsinstitute in Bethesda (Maryland) haben wir eine Anlage gebaut, bei der zwei Laserpinzetten und ein Laserskalpell in ein konfokales Laser-Fluoreszenzmikroskop integriert sind, so daß sich fluoreszenzmarkierte Strukturen beobachten lassen, während die manipulierenden Laserstrahlen am Werk sind (Bild 6). Wir nennen die zentral von außen steuerbare Anlage CATS, für confocal ablation (Abtragung) trapping (Einfangen) system. Die einzelnen Laser lassen sich beliebig auf jede gewünschte Wellenlänge einstellen.

Das System bietet dem Forscher sehr viele Möglichkeiten, nicht zuletzt Erleichterung im Rahmen von Gensequenzierungen. Meine Kollegen Barbara Hamkalo und Al Jasinskas schneiden unter dem Gerät das Centromer eines Chromosoms heraus, die Stelle, wo die Mikrotubuli der Mitosespindel ansetzen. Noch sind die Forscher sich uneins, ob dieser Bereich überhaupt aktive Gene trägt. Zumindest war es bisher äußerst schwierig, ihn zu isolieren und daraufhin zu prüfen. Das neue Verfahren sollte diese Frage klären helfen.

Es ist mehr als achtzig Jahre her, seit Albert Einstein die theoretische Grundlage für Laser schuf. In den frühen sechziger Jahren haben amerikanische und russische Physiker sie in die Realität umgesetzt. Heute werden Biologen durch sie zu Zellchirurgen. Der Gewinn für Medizin und Wissenschaft ist erheblich.


Literaturhinweise

Laser Microbeam as a Tool in Cell Biology. Von M. W. Berns, W. H. Wright und R. Wiegand-Steubing in: International Review of Cytology, Band 129, Seiten 1 bis 44, 1991.

Fertilization of Bovine Oocytes Induced Solely with Combined Laser Microbeam and Optical Tweezers. Von A. Clement-Sengewald und anderen in: Journal of Assisted Reproduction and Genetics, Band 13, Heft 3, Seiten 260 bis 265, März 1996.

A Synergy of Technologies: Combining Laser Microsurgery with Green Fluorescent Protein Tagging. Von A. Khodjakov, R. W. Cole und C. L. Rieder in: Cell Motility and the Cytoskeleton, Band 38, Heft 4, Seiten 311 bis 317, 1997.

Laser Tweezers in Cell Biology. Herausgegeben von Michael P. Sheetz in: Methods in Cell Biology Series, Band 55, Academic Press, 1998.

Micromanipulation by Light in Biology and Biomedicine: Laser Microbeam and Optical Tweezers. Von Karl Otto Greulich, Birkhäuser, 1998.

Lasertechniken in der Biotechnologie. Von Karl Otto Greulich in: Laser in neuen Anwendungen. Spektrum der Wissenschaft, Dossier 2/1998, Seiten 28 bis 31.





Aus: Spektrum der Wissenschaft 6 / 1998, Seite 56
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